2018 год № 1

Резюме:

Ключевые слова:

Summary:

Key words:

Введение

Особое место в хирургической практике среди инфекций мягких тканей занимают искусственные гнойно-воспалительные заболевания мягких тканей (ИГВЗМТ). Наиболее частым способом создания искусственной флегмоны человека является введение его собственной ротовой жидкости и/или зубного налёта в мягкие ткани [1, 12, 15]. Создание модели ИГВЗМТ на лабораторных крысах с использованием инъекции ротовой жидкости и зубного налёта позволяет более детально изучить микробиологическую характеристику данной патологии. Изученные нами экспериментальные модели воспаления мягких тканей [2, 5, 6, 8, 9, 10, 11, 13, 14, 16, 17], с нашей точки зрения, имеют существенные недостатки. В этих исследованиях инфицирующие агенты были представлены одним или несколькими штаммами аэробных микроорганизмов, а использование открытых ран для создания воспаления не позволяло анаэробной микрофлоре в полной мере реализовать свой патогенный потенциал. Кроме того, высокая иммунная резистентность организма лабораторной крысы к микроорганизмам препятствует развитию у неё инфекции мягких тканей [2, 3, 8]. Поэтому нами было предложено создание модели ИГВЗМТ у крыс на фоне предварительно вызванной введением гормональных препаратов иммуносупрессии [7].

Материалы и методы

Исследование проводилось на базе центральной научно-исследовательской лаборатории ДВГМУ. Использовались белые лабораторные крысы-самцы Вистар, возраст - 3 месяца, масса тела - 220-250 г. Все животные прошли карантинный отбор и содержались в одинаковых условиях вивария. Крысы содержались группами по 5-7 особей в клетках размерами 50 на 25 на 30 см, на дно которых насыпались опилки. Потребление воды и пищи - стандартный лабораторный корм для грызунов, ad libitum.

Все оперативные вмешательства проводились под наркозом в асептических условиях [3, 6]. Все крысы были разделены на основную группу, группу сравнения и контрольную группу.

В основной группе (n=57) с целью создания лабораторной модели ИГВЗМТ в мышечный массив тазовой конечности крысы через предварительно эпилированный и обработанный антисептиком участок кожи в одном шприце однократно вводили смесь 2,5 % эмульсии Гидрокортизона ацетата из расчёта 20 мг на 100 г массы тела животного, раствор Дексаметазона в количестве 0,5 мг и ротовую жидкость человека в объёме 0,3 мл.

В группе сравнения (n=58) крысам проводилась инъекция из смеси штаммов факультативно-анаэробных микроорганизмов, полученных в чистой культуре из ротовой жидкости человека, S.epidermidis, S.mitis, S.salivarius в титре 9lgКОЕ в 1 мл вместе со смесью 2,5 % эмульсии Гидрокортизона ацетата из расчёта 20 мг на 100 г массы тела животного и раствора Дексаметазона в количестве 0,5 мг.

В контрольной группе (n=11) крысам проводилась инъекция 0,9 % раствора натрия хлорида в объёме 0,3 мл вместе со смесью 2,5 % эмульсии Гидрокортизона ацетата из расчёта 20 мг на 100 г массы тела животного и раствора Дексаметазона в количестве 0,5 мг.

Изучались двигательная активность, аппетит, динамика массы тела, время образования инфильтрата, абсцесса или флегмоны мягких тканей, характер тканей при вскрытии гнойника, а также летальность крыс в период до 15 суток после инъекции.

Результаты и обсуждение

В основной группе на 3-и сутки у всех крыс отмечалось снижение двигательной активности и аппетита, наблюдалось появление обширной инфильтрации тканей бедра в области инъекции увеличение размеров паховых лимфоузлов на стороне воспаления. В группе сравнения на 3-и сутки у всех крыс определялся менее выраженный воспалительный инфильтрат без нарушения двигательной активности и аппетита.

В основной группе на 5-е сутки к вышеперечисленным признакам присоединилось снижение массы тела в среднем на 20 %. В группе сравнения дополнительно отмечалось появление увеличенных паховых лимфоузлов на стороне поражения без снижения массы тела.

На 7-е сутки у крыс основной группы появились выраженные клинические признаки флегмоны с распространением гнойного воспаления в ряде случаев на соседние анатомические области, а у некоторых - с прорывом гноя наружу, 3 (5,3 %) крысы умерли. К 7-м суткам все крысы группы сравнения оставались подвижными, у них сохранялся инфильтрат в области инъекции без признаков абсцедирования.

На 12-е сутки эксперимента у всех крыс основной группы флегмона распространилась на мягкие ткани всей тазовой конечности и прилежащие анатомические области. При этом еще 4 (7,0 %) животных из основной группы умерли. На 12 сутки у 23 (39,7 %) крыс группы сравнения отмечались признаки абсцедирования инфильтрата в области инъекции при отсутствии тенденции к прогрессированию процесса.

На 15-е сутки все крысы основной группы погибли. При вскрытии их установлено, что флегмона распространялась на мягкие ткани всей тазовой конечности и прилежащие анатомические области. При разрезе из раны под давлением истекал жидкий коричневый гной с пузырьками газа и зловонным запахом. Поражённые ткани имели серо-коричневую окраску, дряблую консистенцию и были пропитаны гнойным экссудатом. При посеве отделяемого раны на питательную среду получен рост: S.mutans, S.salivarius, C.albicans, Veilonellaespp., облигатных анаэробных стрептококков Peptostreptococcusspp., Bacteroidesspp., Fusobacteriumspp., Klebsiellaspp., Cl. Putridium.

В группе сравнения на 15-е сутки у 25 (43,1 %) крыс развились небольшие абсцессы в области инъекции с отсутствием тенденции к прогрессированию. Масса тела крыс оставалась прежней, двигательная активность и аппетит были сохранены. Животные выведены из эксперимента путём эвтаназии эфиром в эксикаторе на 15-е сутки. При вскрытии обнаружены скудные патологические изменения в виде инфильтрации прилежащих тканей с небольшими абсцессами и гиперплазией лимфатических узлов на стороне поражения. При посеве материала на питательную среду получен рост E. faecalis и S. Aureus, что демонстрирует известный процесс транзиторной контаминации очага инфекции резидентной флорой кожи крысы за счёт снижения местного иммунитета. Титр микроорганизмов в 1 г ткани составил 7lgКОЕ.

В контрольной группе признаков воспаления в области инъекции не определялось, животные выведены из эксперимента путём эвтаназии эфиром в эксикаторе на 15-е сутки после инъекции. При посеве на питательную среду в области инъекции определялся рост S.epidermidis в титре 2lgКОЕ в 1 г ткани у 2 из 11 крыс.

Анализ экспериментальных моделей, описанных в литературе, позволил установить, что все они изучали различные аспекты хирургической инфекции мягких тканей (ХИМТ) у лабораторных животных, вызванной путём искусственного инфицирования различными штаммами аэробных микроорганизмов [4, 5, 8, 9, 10, 14, 16]. Известны модели ХИМТ, где авторы использовали изоляты штаммов либо микстинфекцию. В ряде моделей ХИМТ проводили инфицирование открытой раны [8], что, по нашему мнению, не позволяет анаэробной флоре в полной мере реализовать свои патогенные свойства. В серии экспериментов, предваряющих создание эффективной модели артифициального воспаления мягких тканей, проведённых нами и не представленных в этой публикации, мы не добились формирования флегмоны используя модели воспаления, предлагаемые Будановым Е.Г. и соавт. [2], Маликовой С.Г. и соавт. [8]. По-видимому, это происходило вследствие высокой резистентности организма крысы к воздействию инфицирующих агентов [3], что препятствовало формированию абсцессов или флегмон и способствовало быстрому спонтанному разрешению местных воспалительных явлений.

Напротив, при использовании предлагаемой нами модели [7], к 3-м суткам после введения ротовой жидкости в тазовую конечность наблюдалась яркая картина воспаления мягких тканей с развитием как клинических, так и морфологических признаков анаэробного гнойного воспаления мягких тканей с выраженной общей интоксикацией, а летальные исходы на 15-е сутки наступили в 100 % случаев.

Выявление в группе сравнения возбудителей (E.faecalis и S.Aureus), которых не было в первичном инфицирующем триггере (S.epidermidis, S.mitis, S.salivarius) объясняется вторичным инфицированием собственной микрофлорой кожи крыс [5, 11]. Рост в посевах S.epidermidis в контрольной группе при инъекции стерильного физиологического раствора объясняется повреждением тканей от объёма вводимой жидкости с последующим вторичным обсеменением сапрофитной флорой кожи крысы. Так, описана модель создания абсцесса от введения подкожно крысе дистиллированной воды более 1,0 мл [6].

Наблюдаемые нами в клинической практике флегмоны, вызванные введением в мягкие ткани человека его ротовой жидкости, являются анаэробными и отличаются тяжестью течения и склонностью к быстрому прогрессированию. Учитывая, что изолированные штаммы анаэробных микроорганизмов не вызывали тяжёлой ХИМТ в эксперименте, можно предположить, что в патогенезе ИГВЗМТ, вызванных введением ротовой жидкости человека, играют роль не только содержащиеся в ней высоковирулентные облигатно-анаэробные микроорганизмы, но и слюна, десневая жидкость, богатая питательным муцином, эпителием, а также собственно микробиота полости рта, структурированная в биоплёнки, обладающие выраженным патогенным потенциалом.

Выводы

1. Способ моделирования искусственных гнойно-воспалительных заболеваний мягких тканей у лабораторных животных, вызванных введением ротовой жидкости человека на фоне искусственной иммуносупрессии, позволяет добиться развития экспериментальной хирургической инфекции мягких тканей у всех животных.

2. В развитии хирургической инфекции мягких тканей, вызванных введением ротовой жидкости человека, ведущая роль принадлежит облигатно-анаэробным микроорганизмам, агрессивность которых усиливается многочисленными компонентами ротовой жидкости, способствующими быстрому прогрессированию инфекции.

3. Основными возбудителями ИГВЗМТ, вызванных введением ротовой жидкости человека в мягкие ткани животных в эксперименте, являются зеленящие стрептококки полости рта S.mutans, S.salivarius, облигатные анаэробные стрептококки Peptostreptococcusspp., грам-отрицательные неспорообразующие анаэробные бактерии Veilonellaspp., Bacteroidesspp., Fusobacteriumspp., в незначительном количестве Cl.рutridium, энтеробактерии Klebsiellaspp.и дрожжеподобные грибы C. albicans.

Литература

1. 1. Бурлова Т.В. Патомимия в клинике гнойной хирургии: автореф. дисс. ... канд. мед. наук. - М., 1998. - 24 с.
2. 2. Буданов Е.Г., Путалова Н.И., Кротов Ю.А. Способ моделирования хронического среднего отита // Патент России № 2287191, 2006, Бюл. № 31.
3. 3. Гуськова Т.А. Токсикология лекарственных средств. - М.: Издательский дом "Русский врач", 2003. - 154 с.
4. 4. Гучетль М.Н. Эксперементально-теоретическое обоснование применение комплекса озон-перфторан для лечения воспалительных процессов челюстно-лицевой области: дисс. ... канд. мед. наук: 14.00.21 - стоматология. - М., 2008. - C. 83.
5. 5. Дмитриева Н.А., Зырянова Н.В., Григорьян А.С., Василишина С.Ю. Динамика микрофлоры гнойной раны кожи у крыс при воздействии на нее аппликаций озонированного перфторана // Стоматология. - 2009. - № 4. - С. 14-16;
6. 6. Заподнюк И.П. Лабораторные животные. Разведение, содержание, использование в эксперименте. - 3-е изд. - Киев: Вища школа. Головное изд-во, 1983. - 383 с.
7. 7. Коваль А.Н., Мелконян Г.Г., Ташкинов Н.В., Стрельникова Н.В. Способ получения лабораторной модели артифициального флегмонозного гнойного воспаления мягких тканей у крыс на фоне искусственной иммуносупрессии // Патент России № 2581255, 2014.
8. 8. Маликова С.Г., Путалова И.Н. Способ моделирования околочелюстной флегмоны // Патент России № 2442224, 2006, Бюл. № 4.
9. 9. Миронов А.А. Оптимизация лечения гнойно-воспалительных заболеваний кожи и мягких тканей: дисс. ... канд. мед. наук: 14.00.27 - хирургия, 14.00.15 - патологическая анатомия. - Самара, 2004. - 158 с.
10. 10. Пронина Е.А., Райкова С.В., Швиденко И.Г. и др. Влияние электромагнитного излучения на течение экспериментальной раневой инфекции // Саратовский научно-медицинский журнал. - 2010. - Т. 6, № 3. - С. 500-503.
11. 11. Скаковская О.И. В изучение микробиоценоза кожи при создании экспериментальной модели флегмоны у крыс // (Украина): Annals of Mechnikov Institute. - 2011. - № 4. - С. 281-283.
12. 12. Aduan R.P., Fauci A.S., Dale D.C., Herzberg J.H., Wolff S.M. Factitious fever and self-induced infection: a report of 32 cases and review of the literature // Ann Intern Med. - 1979. - Feb; 90 (2). - Р. 230-242.
13. 13. Galanos J., Perera S., Smith H. Bacteremia Due to Three Bacillus Species in a Case of Munchausen's Syndrome // J. Clin. Microbiol. - 2003. - Vol. 41, № 5. - P. 2247-2248.
14. 14. Gyssens I.A. Mouse Model of Established Mixed Infection Abscesses // Presented at 9th ISAP International Symposium PK/P Dat Unusual Sites of Infection Chicago, 14th December 2001 [электронный ресурс] / Dept. of Medical Microbiology & Infectious Disiases Erasmus university Medical Center Rotterdam, The Neetherlands. - Chicago 2001.
15. 15. Heide S. Self-Inflicted Injuries / A. Forensic Medical Perspective DtschArztebl. - 2006. - Vol. 103 (40). - P. 2627-2633.
16. 16. Heliesh S. Animal Models for Periodontal Disease // HPC Journal of Biomedicine and Biotechnology. - Vol. 2011. - P. 8.
17. 17. Joiner K.A. quantitative model for subcutaneous abscess fomation in mice // Br. Journal exp. path. - Sept. 3. - 1979. - P. 97-107.
18. 18. Kannangara W. Animal Model for Anaerobic Lung Abscess // Journal Infection and Immunity, Feb. -1981. - Vol. 31, № 2. - P. 592-597.